Dieter Untergasser: Dissezione anatomica dei pesci. Cap 3.

Giovedì, 14 Novembre, 2019.

3.1. Gli strumenti
Per sezionare ed esaminare a regola d’arte un pesce, è necessaria un’attrezzatura di base costituita da arnesi definiti sommariamente strumenti. Una robusta forbice, con una lama appuntita e l’altra arrotondata, serve per uccidere pesci di medie dimensioni e per sezionare pesci grandi; in più ci vogliono una forbice piccola e retta ed un’altra piccola e curva con estremità appuntite, in modo da sezionare pesci più piccoli e gli organi interni. Due o tre aghi per dissezione, di cui uno con punta a lancetta, servono per sfilacciare parti di organo e per trasferire materiale di piccole dimensioni durante l’allestimento del preparat6o. Tre pinzette sono necessarie per tenere l’oggetto durante la dissezione. Una dev’essere retta e appuntita, l’altra piegata davanti e la terza deve avere uncini alle estremità. Inoltre sono necessari un bisturi con lame ricambiabili, uno o due raschietti di varie dimensioni e una potente lente d’ingrandimento. Una vaschetta per dissezione è un contenitore di zinco (20x15 cm, altezza 2 cm) riempito di cera, corredato di alcuni spilli per fissare il pesce durante la sezione. Per produrre la quantità necessaria di cera si sciolgono alcune vecchie candele e si aggiunge un 10-15% di cera d’api. Dopo aver riempito la vaschetta e lasciata raffreddare la cera, si forma una superficie molto liscia su cui si possono fissare i pesci per mezzo degli spilli. Come vaschette per dissezione sono adatte pure delle scatole di conserva alte 1-3 cm (conserve di pesce). Tutti gli attrezzi necessari si possono reperire presso i negozi per articoli di veterinaria consultando le “Pagine Gialle”.
3.2. La pelle
La pelle dei pesci è costituita di tre strati: l’epidermide, il derma e l’ipoderma. Il derma contiene le squame. Queste crescono fuori dal derma e sono qui fissate più o meno solidamente. Le cellule pigmentali(cromatori) sono presenti in grosse quantità nel derma. Queste cellule, spesso provviste di lunghe propaggini, contengono un gran numero di minuscoli granuli di pigmento che a causa di uno stimolo nervoso possono essere diversamente distribuiti nel plasma. In conseguenza ad impulsi di stimolo essi si concentrano in un determinato punto della cellula ed il colore appare più pallido. In assenza di impulsi di controllo, i granuli di pigmento si distribuiscono uniformemente nel plasma e si manifesta il colore. Se il nervo che pilota la pigmentazione di un’area del corpo viene compresso o schiacciato totalmente, nella relativa zona il colore risulta in modo molto più intenso. Le squame e i cromatofori vengono ricoperti dall’epidermide. Essa consiste di due o più strati di cellule in cui sono alloggiate delle cellule ghiandolari che secernano muco. La pelle dei pesci può essere colpita da numerosi parassiti e malattie infettive. Per questo motivo prima di disseccare il pesce si dovranno effettuare delle raschiature della pelle. Sul pesce morto si potrà procedere con meno delicatezza. Con la lama del bisturi in posizione verticale si passa sopra la mucosa, raschiandone via del materiale che viene spalmato su un vetrino portaoggetto preparato con una goccia d’acqua. Si possono inoltre tagliare grossi pezzi di pinna e staccare delle squame. A volte è difficile raschiare una mucosa sana; poiché si ottiene solo poco materiale. Un frammento di questa mucosa osservato al microscopio ad un ingrandimento basso presenta dei bordi evidenti e si disgrega solo dopo più di 10 minuti. Se invece la mucosa è malata, già durante l’allestimento del preparato si staccano dal frammento di pelle grosse quantità di cellule.
3.3. Il sangue
Quando i pesci diventano lenti, non mostrano alcun riflesso di fuga, dimagriscono e si girano su se stessi, c’è il sospetto che nel sangue si trovino dei flagellati. Per effettuare l’esame del sangue non si deve uccidere subito il pesce con un’incisione nucale, dato che in tal caso spesso viene recisa l’aorta dorsale e, quindi, non si ottiene più sangue. Perciò si taglia al pesce fortemente narcotizzato la prima caudale in prossimità dell’attacco e si raccolgono le gocce di sangue sul vetrino portaoggetto. Per l’esame è preferibile non usare le prime gocce. Nei pesci più piccoli, tuttavia, spesso non si ottiene più di un’unica gocciolina di sangue. Dopodiché il pesce va immediatamente ucciso con un’incisione nucale. Alla goccia di sangue non si aggiunge acqua, bensì un po’ di soluzione fisiologica di sale da cucina. Un bordo del vetrino coprioggetto viene appoggiato sulla superficie del vetrino portaoggetto, in modo da formare un angolo di circa 60 gradi. Il campione di sangue si trova tra i lati dell’angolo. Ora si avvicina il vetrino coprioggetto, strisciandolo, al sangue, che subito si spande lungo il bordo inferiore del vetrino coprioggetto. Abbassando lentamente quest’ultimo, il campione di sangue si distribuisce senza che si formino bollicine d’aria. E’ sufficiente fare attenzione che la goccia di sangue sia abbastanza piccola, altrimenti il preparato diventa troppo spesso. Con un ingrandimento di 200-400 volte si possono riconoscere bene i flagellati con i loro movimenti rapidi. Anche nel sangue che fuoriesce dagli archi branchiali tagliati si può controllare l’eventuale presenza di flagellati. Se si vogliono analizzare più attentamente le cellule del sangue, si aggiungano quattro parti in volume di soluzione fisiologica di sale da cucina una parte di blu di metilene di Loffler. Per allestire un preparato con l’impiego di una soluzione colorante si può procedere esattamente come descritto prima. I nuclei delle cellule del sangue si tingono lentamente di blu, processo che si può ben seguire con l’ausilio del microscopio. La maggior parte delle cellule presenti nel sangue sono globuli rossi (eritrociti), solo una percentuale assai inferiore è rappresentata dai globuli bianchi (leucociti). Gli eritrociti dei pesci sono nucleati, quelli dei mammiferi no. In un preparato normale, non colorato, i nuclei risaltano poco o per niente all’interno degli eritrociti. Se l’allestimento del preparato è ben riuscito, le cellule del sangue sono disposte piatte una vicino all’altra. Eritrociti posti di taglio hanno l’aspetto di un manubrio.
3.4. Le branchie
Ora è necessario esaminare attentamente le branchie. Per questa operazione si taglia innanzi tutto l’opercolo branchiale, in modo da mettere a nudo gli archi branchiali. Questo taglio è detto incisione opercolare. Sono ora scoperti gli archi branchiali ossei (olobranchie), da cui si diramano le lamelle branchiali. Prima di tutto si esaminano colore e stato delle branchie e si verifica l’eventuale presenza di crostacei parassitari. Corpi lunghi 1 mm, bianchi ed allungati, che facilmente si riescono a staccare, possono essere esemplari di ergasilus sieboldi. Noduli giallastro-bianchi sulle lamelle branchiali sono causati da un attacco di sporozoi. La superficie delle lamelle branchiali è ampliata grazie a piccole pieghe branchiali falciformi, in cui avviene lo scambio gassoso. Le pieghe sono disposte parallelamente agli archi branchiali. A seconda delle dimensioni del pesce e della specie, esse sono più o meno sviluppate. Staccare dunque due archi branchiali. Il primo viene posto in acqua su un vetrino portaoggetto, del secondo si tolgono alcune lamelle branchiali con le quali si procede nello stesso modo. Il primo preparato è più spesso e non trasparente, perché l’arco branchiale non si lascia comprimere. Ciò nonostante questo metodo ha senso, poiché nel secondo preparato non si troveranno eventuali vermi parassiti delle branchie che si fissano soltanto alla base delle lamelle branchiali. Il secondo preparato che si può osservare ad un ingrandimento maggiore, viene esaminato attentamente per scorgere eventuali vermi delle branchie. Oodinium, Ichthyophthirius ed ife fungine.
3.5. La dissezione
Per la dissezione si pone il pesce morto nel contenitore riempito di cera, la vaschetta per la dissezione, e lo si fissa alla cera con uno spillo attraverso l’attacco della pinna caudale e uno attraverso la muscolatura dorsale. Per i pesci che non superano 10 cm di lunghezza totale si usa una piccola forbice con le estremità appuntite. Una lama della forbice viene conficcata nel pesce poco prima dell’ano e si taglia la parete addominale tra le prime pettorali fino alla testa. E’ importante fare in modo che la lama della forbice all’interno della cavità addominale resti sempre a contatto della parete addominale e non vengano lesionati organi, o si tagli l’intestino. Questo taglio viene praticato fin sotto le branchie. Esso è detto incisione ventrale. Il secondo taglio inizia sempre vicino all’apertura anale e segue un arco attorno alla cavità addominale fino all’estremità superiore dell’opercolo branchiale. Anche qui una lama della forbice deve essere condotta ben vicino al lato interno della parete del corpo, dato che altrimenti può essere incisa accidentalmente la vescia natatoria. Questo taglio è chiamato incisione laterale. La parete del corpo può essere ora baltata in avanti e sono messi a nudo gli organi interni. Concrescenze che impediscono di alzare la parete del corpo possono essere rimosse con cautela mediante un raschietto. Se la parete addominale è talmente dura che non si riesce ad incidere prima dell’ano, si può introdurre la lama ella forbice anche nell’ano stesso ed iniziare da qui i tagli. In questo caso va tuttavia tenuto presente che si recide l’intestino retto e che i batteri intestinali penetrano nella cavità addominale. Con queste incisioni, di norma non si verificano emorragie di entità considerevole. I due tagli vengono collegati mediante un terzo, staccando così tutta la parete del corpo. Ora si rivolge l’attenzione agli organi interni e se ne verificano il colore e lo stato. Va tenuto presente che posizione e dimensioni degli stessi possono differire a seconda delle specie. Nel sezionare un pesce, la prima regola è la pulizia. Ovviamente, gli strumenti non devono venire a contatto con alimenti. Inoltre, si faccia attenzione a non procurarsi delle ferite con gli strumenti sporchi. Gli studi di Lauer (1976) hanno dimostrato che i batteri della tubercolosi del pesce possono provocare ulcere cutanee anche all’uomo. Inoltre, dopo il lavoro si devono lavare accuratamente le mani con il sapone e pulire le unghie delle dita con un apposito spazzolino. Sarebbe meglio disinfettarsi sempre le mani con soluzioni indicate allo scopo, acquistate in farmacia oppure preparate in casa. Dopo aver tolto la parete sinistra del corpo, nella maggior parte dei pesci rimane scoperto il fegato. Innanzi tutto si rivolga l’attenzione alla cavità addominale e si verifichi se si sia accumulato del liquido. Degli organi visibili si controllino l’aspetto e lo stato. In particolare si controlli l’eventuale presenza di emorragie agli organi. Se nella cavità addominale si trova del liquido, se ne trasferisca una piccola quantità sul vetrino portaoggetto, vi si appoggi sopra un vetrino coprioggetto e si osservi ad ingrandimento di 200, 400 e 600 volte. A questi ingrandimenti si riconoscono bene flagellati e cellule sanguigne.
3.6. Il fegato
Di regola il colore di un fegato sano è rosso scuro. Nei pesci fitofagi, alimentati esclusivamente con sostanze vegetali, il fegato può essere marrone. Un preparato ottenuto per sfilacciatura di un fegato sano appare come una massa giallastra uniforme in cui spesso si trovano dei vasi sanguigni. Se il preparato è di aspetto biancastro e lattiginoso, si ha a che fare con una degenerazione grassa (steatosi) di natura patologica. Il grasso, nell’immagine al microscopio, si presenta sotto forma di piccole sfere liquide con orlo scuro. Nel preparato si deve verificare l’eventuale presenza di flagellati, tubercolosi, cisti di Ichthyphonus e sporozoiche. Un fegato giallo o giallo-marrone a lungo andare, non è più in grado di esercitare le sue funzioni. Le cellule muoiono a mano a mano e ciò conduce nel giro di poco tempo alla morte del pesce.
3.7. La cistifellea
La cistifellea è trasparente e riempita di un liquido verde. Essa è collegata al fegato e, mediante il dotto biliare, alla parte anteriore dell’intestino. Sezionandola, si deve fare attenzione, poiché la sottile parete si strappa facilmente ed allora la bile si versa nella cavità addominale. Per questa ragione si dovrebbe prelevare la cistifellea insieme alla parte adiacente del fegato e dell’intestino. Solo sul vetrino portaoggetto si separerà la cistifellea dagli altri segmenti di organo. Se durante questa operazione essa viene lesa ciò non è particolarmente grave. Si rimuovono gli altri frammenti di organo e si appoggia sopra un vetrino coprioggetto. Si dovrà quindi esaminare il preparato ad un ingrandimento di 100-300 volte per verificare la presenza eventuale di flagellati o larve di vermi, e ad un ingrandimento di 600 volte si ricercherà la presenza di batteri.
3.8. La milza
Dopo aver districato le anse intestinali si renderà visibile la milza. In alcuni pesci essa è molto piccola e di colore rosso scuro o rosso-nero. Il preparato per sfilacciatura nell’immagine al microscopio appare rosso chiaro con aree più chiare ed ovali. Gli ammassamenti di cellule giallo-brune distribuiti sul campo visivo sono conglomerati di macrofagi. Essi prelevano dal sangue i globuli rossi troppo vecchi. La milza è abbondantemente irrorata di sangue e generalmente è il primo organo ad essere colpito quando nel sangue sono presenti degli agenti patogeni. Si ricerchi nel tessuto l’esistenza di trasformazioni patologiche. In caso di tubercolosi o attacco di Ichthyophonus, la superficie della milza presenta dei noduli bianchi.
3.9. L’intestino, lo stomaco
Ad ogni dissezione una particolare attenzione va rivolta all’intestino. In molte specie lo stomaco è solo un po’ più grosso del restante intestino e si trova in posizione anteriore, poco dietro l’esofago che è piuttosto corto. Per l’esame, si tagliano dei segmenti di intestino lunghi 1 cm rispettivamente davanti, al centro e nella parte posteriore. Dai frammenti si spreme su un vetrino portaoggetto il contenuto in una goccia di soluzione fisiologica di sale da cucina allo 0.64%. I pezzi stessi dell’intestino vengono incisi longitudinalmente e posti su un vetrino portaoggetto a parte, in soluzione fisiologica di sale da cucina. Si dovranno ricercare eventuali ulcere e cisti nella parete intestinale. Aree rosse, sanguinanti, sono infiammazioni la cui causa può risiedere in un’alimentazione errata. Tuttavia, esse possono comparire anche in caso di infezioni batteriche. L’intestino sottile e trasparente di pesci più piccoli viene trasferito intero sul vetrino portaoggetto e in alcuni puntisfilacciato con due aghi, in modo che ne fuoriesca il contenuto. Usando vari ingrandimenti, si verifichi nel preparato l’eventuale presenza di vermi, uova di vermi, flagellati e cisti. I batteri fanno parte della normale flora intestinale . La maggior parte di essi non è mobile, ma anche i batteri mobili non sono preoccupanti se non compaiono in grosse quantità.
3.10. Gli organi sessuali
Raramente gli organi sessuali sono affetti da malattie. Si verifichi un’eventuale steatosi o un indurimento delle uova. A volte si trovano nel tessuto delle cisti sporozoiche o tubercolari. Molto di rado gli organi sessuali sono colpiti da nematodi. Nei maschi la lesione alle gonadi, durante la sezione, provoca la diffusione di spermatozoi nella cavità addominale. Chi è inesperto di microscopia può facilmente confondere gli spermatozoi, dai movimenti rapidi, con dei flegellati.
3.11. La vescica natatoria
Nella maggior parte dei pesci la vescica natatoria è di colore biancastro ed elastica. Si deve controllare se la parete presenta emorragie nonché aree ingrossate. Piccole inclusioni rotonde nella parete della vescica natatoria sono segno di Eimeria. Ma si possono reperire anche flagellati e vermi. In caso di una forte infiammazione della vescica natatoria, al suo interno può essere trovato del pus liquido sanguinolento. Questa malattia viene talvolta causata dal trasferimento dei pesci in acqua fredda. In certi casi è sufficiente una diminuzione improvvisa della temperatura di 3-5 °C. Lo strofinamento del ventre sul fondo, da parte di pesci tenuti in acqua troppo fredda, spesso è dovuto ad un’infiammazione della vescica natatoria. Ultimamente nei Discus è stata osservata di frequente una nuova malattia della vescica natatoria. I pesci perdono una parte del gas della vescica e, quindi, non sono più in grado di restare “sospesi” nell’acqua, si appoggiano sul fondo e restano sdraiati. La causa è un’infiammazione dell’area ovale, situata nella parte anteriore, ventrale della vescica natatoria. La cessione di gas alla circolazione sanguigna è regolata dall’area ovale mediante un muscolo anulare (sfintere). Durante la malattia sopra menzionata, questo non può essere chiuso, cosicché la vescica natatoria si svuota. Nel caso contrario, invece, lo sfintere nell’area ovale non si può aprire. I pesci galleggiano a testa in giù e devono costantemente muovere le pinne per evitare di rovesciarsi. L’immissione di gas nella vescica natatoria avviene in un altro punto mediante una ghiandola di gas, detta rete mirabile. Essa non è interessata da questa malattia. Se trattata nel suo stadioiniziale, si sono registrati buoni risultati procedendo secondo il metodo C 26; il metodo A 1 si è dimostrato efficace in caso di fase avanzata.
3.12. Il cuore
Il cuore talvolta batte ancora a lungo dopo la morte del pesce. Esso viene analizzato se c’è il sospetto di un attacco di metacercarie, Ichthyophonus o tubercolosi. In tal caso si trovano nella parete del cuore dei nodi più chiari. Nel preparato per sfilacciatura di riconoscono bene delle cisti abbastanza piccole.
3.13. Il rene
Nei pesci ossei il rene è l’organo in cui viene prodotta gran parte del sangue. Perciò nel preparato di trovano grosse quantità di tutte le cellule sanguigne. Di regola, il rene è accessibile solo dopo aver tolto la vescica natatoria. Si distingue tra pronefro ed opistonefro. L’opistonefro, nei pesci più piccoli, spesso è solo un sottile nastro rosso sotto la colonna vertebrale, che dietro la testa si ingrossa e forma il pronefro. In alcuni generi, pronefro ed opistonefro sono nettamente distinti. Il colore del rene è rosso sangue; una colorazione bianco-grigia è di natura patologica. Nell’opistonefro si controlli se vi sono rigonfiamenti e cisti tubercolari o di Ichthyophonus. In un preparato per sfilacciatura ben riuscito, oltre al tessuto interstiiale del rene si vedono anche i tubuli renali. Essi iniziano con un rigonfiamento che contiene vasi sanguigni. In questi corpuscoli del Malpighi viene espulsa l’urina che poi, mediante tubuli uriniferi, viene convogliata al dotto archinefrico. Le ciglia costantemente pulsanti delle cellule flagellate nei corpuscoli del malpighi provvedono al drenaggio dell’urina. Esse sono visibili solo in preparati di buona qualità e non vanno confuse con dei batteri. Il tessuto interstiziale appare giallo o giallo-marrone, esso contiene molti capillari sanguigni e linfociti.
3.14. Il cervello
Il cervello raramente si ammala, ma, a volte vi si trovano delle cisti tubercolari e di Ichthyophonus. Viene spesso a nudo con l’incisione craniale. Si preleva un piccolo campione della massa bianca e la si sfilaccia nella maniera nota su un vetrino portaoggetto. Nell’immagine al microscopio il preparato si presenta come massa bianca uniforme, in cui si trovano piccoli vasi sanguigni di dimensione variabile.
3.15. La muscolatura I muscoli consistono di fibre muscolari attigue e di tessuto connettivo. Per l’esame vengono tagliati dei pezzi della muscolatura laterale o dorsale e si allestisce un preparato per sfilacciatura. Si cercano eventuali larve di cestodi e nematodi, nonché cisti di sporozoi, micobatteri e Ichthyophonus. Alcuni batteri distruggono il tessuto e causano così grosse ulcere nel muscolo . prima di tutto si mette a nudo l’ulcera, per escludere una confusione con una cisti sporozoica. Poi se ne taglia un frammento e si allestisce un preparato per sfilacciatura. Dal contenuto liquido vengono quindi effettuati dei preparati a fresco, per vedere se vi sono batteri mobili o non mobili.- strisci sottili o preparati per schiacciamento possono essere colorati. ...segue»

Fonte: libro "Malattie dei pesci d'acquario" del Dott.Dieter Untergasser del 1989 non più in commercio in Italia. MGA©